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FIGURA 25.1Fases do ciclo celular. Mitose ocorre na fase M e síntese de DNA na fase S. Interfase consiste de G1, S e G2. Fase G2 está em equilíbrio com.

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1 FIGURA 25.1Fases do ciclo celular. Mitose ocorre na fase M e síntese de DNA na fase S. Interfase consiste de G1, S e G2. Fase G2 está em equilíbrio com fase G1. Células em G0 são quiescentes ou senescentes.

2 FIGURA 25.2Regulação da atividade de quinase de fase M ciclina-dependente (cdk). M-Ciclina (cinza) é sintetizada na fase G2 e combina com M-Cdk (cinza-escuro) para formar um heterodímero inativo. Fosforilação pela Wee1 quinase em um sítio inibitório (Pi) mantém o heterodímero M-Cdk/M-ciclina em um estado inativado. Entrada na fase M ocorre após fosforilação por CAK em um sítio de ativação (Pa) e remoção do fosfato inibitório pela Cdc25 fosfatase. M-Cdk ativada fosforila proteínas substratos que promovem fase M. Perda de atividade de M-Cdk ocorre quando M-ciclina é ubiquitinada por UbN, o complexo ubiquitinase APC, e degradada.

3 FIGURA 25.3Complexos ciclina e quinase dependente de ciclina no ciclo celular humano. A linha de cima mostra as fases do ciclo celular, e as linhas intermediárias são padrões de tempo de atividade dos tipos de ciclinas/cdks indicados. Ambas Cdk4 e Cdk6 ligam Ciclina D. Cdk1 é também conhecida como CDC2. Múltiplas isoformas de algumas das ciclinas, como D2 e D3, existem.Redesenhado com base em diagrama de Morgan, D. O. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 13:261, 1997.

4 FIGURA 25.4Reações que levam à ativação e inativação de G1/S- e M-Cdks. Ligação de suas ciclinas e a ação de suas fosfatases apropriadas CAK e CDC25 ativam as Cdks. As atividades de Cdks são perdidas na degradação de suas ciclinas, após sua ubiquitinação, por APC na fase M, e SCF na fase G1/S. As Cdks não são degradadas enquanto a célula permanecer no ciclo celular, mas são degradadas quando a célula entra em G0. FIGURA 25.5Papel de Rb na regulação do ciclo celular. Rb ativa está presente em G1, quando se liga ao fator de transcrição E2F. Após fosforilação pelas G1/S-Cdks, Rb libera E2F, que aumenta a expressão de genes necessários à fase S. Fosfo-Rb é defosforilada por uma fosfatase na entrada da fase G1, a partir da fase M.

5 FIGURA 25.6Regulação da transição G1 para S por p53. A concentração do fator de transcrição p53 está aumentada na lesão no DNA e por estresse, bem como por outros sinais regulatórios do ciclo celular. p53 pode parar o ciclo celular por aumentar a transcrição do gene waf1 (também chamado cip1) para expressar p21, que é uma CK1 e liga G1/S-Cdks, para inibir fosforilação de Rb. Concentrações mais altas de p53 do que as necessárias para síntese de p21 iniciam apoptose. FIGURA 25.7Fosforilação de resíduos de tirosina em domínios citoplasmáticos do receptor de PDGF. Ligação de PDGF como um dímero leva seu receptor de membrana a também dimerizar. A atividade de tirosina quinase na região citoplasmática de uma proteína receptora então fosforila resíduos de tirosina quinase (Y) na região citoplasmática da proteína receptora vizinha.

6 FIGURA 25.8Transmissão de sinal do receptor de PDGF para Ras. Membrana plasmática contendo receptor de PDGF é autofosforilada em resíduos de tirosina. O domínio SH2 de Grb-2 liga- se ao resíduo de fosfo- tirosina 416 no receptor, e domínios SH3 ligam-se à região de hélice poliprolina em GEFRas (fator trocador de guanina de Ras), que promove troca de GDP por GTP em Ras. Ras-GTP então transmite adiante seus sinais. FIGURA 25.9GTP-Ras ativa uma cascata de quinases. Ras-GTP ativa uma cascata de quinases resultando na fosforilação e ativação da quinase terminal MAPK. MAPK ativada entra no núcleo e fosforila fatores de transcrição que regulam a expressão de proteínas envolvidas na fase S. MAPK é mitógeno-ativada proteína quinase, MAPKK é MAP quinase quinase, e MAPKKK é MAP quinase quinase quinase.

7 FIGURA 25.10Esquema da via de morte celular programada. FIGURA 25.11Vias do receptor de morte e mitocondrial ativam cascata de caspases. As vias do receptor (extrínseca) e mitocondrial (intrínseca) convergem na ativação de caspases. Ligantes de morte ativam receptores de morte a ligarem proteínas adaptadoras e pró-caspase 8, que é ativada a caspase 8, e depois ativa a cascata de caspases. Na via mitocondrial, Bak e Bax oligomerizam para formar poros que permitem que citocromo c passe para o citoplasma, onde forma um apoptossomo com múltiplas moléculas de Apaf1 e pró-caspase 9. Caspase 9 ativada então ativa a cascata de caspases. Bcl-2 inibe a saída de citocromo c da mitocôndria. Ativadores das vias mitocondrial e do receptor (i.é, TNFα, DNA danicado) são mostrados.

8 FIGURA 25.12Regulação da apoptose por citocromo c e outras proteínas mitocondriais. Oligomerização de Bak e/ou Bax cria poros para transferência de citocromo c da mitocôndria para o citoplasma. Bcl-2 e Bcl-XL inibem a formação de poro por ligação com Bax e Bak, para impedir a auto-associação de Bax e Bak. Proteínas facilitadoras, como Bad e Bid, promovem apoptose ou por promoverem a dissociação de Bak e Bax de Bcl-2 ou Bcl-XL ou por promoverem uma conformação ativa dos oligômeros Bax/Bak. No citoplasma, citocromo c liga um complexo apoptossomo, o que leva à ativação de pró-caspase 9 em caspase 9 ativa. Smac/DIABLO também pode entrar no citoplasma e ativar as caspases por inibição de XIAP. AIF e EndoG podem passar da mitocôndria para o núcleo para promover degradação do DNA.

9 FIGURA 25.13Regulação da atividade de p53. Em condições normais, as concentrações de p53 são mantidas baixas por Mdm2, que promove ubiquitinação de p53 e sua degradação por proteassomos. Fosforilação e acetilação de resíduos apropriados por enzimas quinases e HAT impedem degradação de p53 e também aumentam sua atividade transcripcional. Certas proteínas fatores de transcrição proto-oncogenes, que em condições normais promovem a expressão de genes necessários à divisão celular, em condições anormais aumentam a expressão de Arf. Arf liga-se a Mdm2 para impedir sua interação com p53 e, assim, aumenta a concentração de p53. O mecanismo induzido por Arf pode ser uma válvula de segurança celular para impedir uma célula de dividir quando certos sinais negativos ou condições surgem depois da célula ter iniciado o processo de divisão celular. Atividade aumentada de p53 leva à parada do ciclo celular ou apoptose.

10 FIGURA 25.14Múltiplas vias podem ser reguladas por Ras. MAPKKK são MAPK quinase quinases. MAPKs, após ativação por uma MAPKK, podem se deslocar para o núcleo para fosforilar fatores de transcrição. As quinases também podem fosforilar proteínas outras, além dos fatores de transcrição. Alvos alternativos para as quinases incluem proteínas tipo-Bcl-2 e p53.

11 FIGURA 25.15Interação de quinases ativadas por Ras com proteínas que regulam apoptose. S, sobrevive (via promove sobrevivência celular); D, morre (die) (via promove morte celular apoptótica). ERK, JNK, Raf e Akt são quinases Pi3K, 1-fosfatidilinositol-3 quinase.

12 FIGURA 25.16Vias de oncogenes. Vias de oncogenes promovem divisão celular, inibem apoptose, promovem imortalidade celular, promovem metástase da célula tumoral e promovem angiogênese no tumor. Linhas tracejadas denotam envolvimento de células outras, que não as células tumorais. FIGURA 25.17Vias de supressor de tumor. Vias de supressor de tumor inibem divisão celular, promovem apoptose, inibem imortalidade celular, inibem metástase da célula de câncer e inibem angiogênese no tumor.

13 FIGURA 25.18Proteases secretadas geram caminho através da membrana basal na metástase. Células tumorais e normais vizinhas secretam proteases ativador de plasminogênio uroquinase (uPA) e pró- colagenases tipo IV (MMPs, metaloproteinases de matriz) e diminuem a secreção de proteínas inibidoras de proteases TIMP (tissue inhibitor of metalloproteinases, inibidor tecidual de metaloproteinases) e PAI (plasminogen activator inhibitor, inibidor do ativador de plasminogênio). uPA cliva plasminogênio em plasmina e angiostatina (um inibidor de angiogênese discutido na sessão seguinte). Plasmina ativa pró- colagenase em colagenase e também atua sobre outras proteínas da membrana basal para promover sua degradação. FIGURA 25.19Indução de invasão e crescimento de células endoteliais de vasos sangüíneos pela célula tumoral na angiogênese. Células tumorais secretam fatores de crescimento da célula tumoral e fatores quimitácticos VEGF e/ou FGF, que promovem proliferação de células endoteliais e migração em direção ao tumor e formação de vasos sangüíneos. Em sua migração através da matriz extracelular em direção ao tumor, as células endoteliais usam um mecanismo semelhante ao da célula tumoral na metástase. Células endoteliais aumentam sua secreção de uPA e pró-colagenases e diminuem sua secreção de inibidores de proteases PAI e TIMP.

14 Ligação de Imatinib no Sítio de Ligação de ATP nos Domínios Tirosina Quinase de Abl. (A) Estrutura de Imatinib (STI-571). (B) Estrutu-ra do domínio tirosina quinase de Abl com Imatinib no sítio de ligação de ATP. Imatinib mostrado com modelo haste- barra (ver setas). [Estrutura Mmdb 16291, vista com Software Cn3D.] Citação para CN3D é Chen, J., et al. Nucleic Acids Res. 31:474, 2003, e citação para estrutura de raios-X é Nagar, B., et al. Cancer Res. 62:4236, FIGURA 25.20Cada câncer tem um padrão diferente de proto-oncogenes ativados e genes supressores de tumor desativados. Oncogenes são coloridos em vermelho, e genes supressores de tumor são coloridos em preto. X, Y, P e Q são oncogenes ou genes supressores de tumor não-identicados mutados no tumor em particular.

15 FIGURA 25.21Análise molecular de células microdissecadas a laser caracteriza o tumor especíco. Diferentes estágios no desenvolvimento de um câncer maligno podem ser analisados quanto a seus padrões genéticos e de expressão com células microdissecadas extraídas para análise molecular (superior). Análises moleculares são eletroforese bidimensional em gel para determinar as proteínas expressas (ver p. 119), análise genômica e análise de cDNA para mRNAs expressos. Estadiamento, monitoramento e tratamento de câncer são então baseados em análise bioquímica e genética do câncer em particular.Reimpresso e modicado com permissão de Simone, N. L., Bonner, R. F., Gillespie, J. W., Emmert-Buck, M. R., e Liotta., L. A.. Laser-capture microdissection: opening the microscopic frontier to molecular analysis. Trends Genet. 14:272, Direitos autorais (1998) Elsevier.


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