BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA

Apresentação em tema: "BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA"— Transcrição da apresentação:

1 BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA

2 BIOSSEGURANÇA É um conjunto de medidas para a segurança, minimização e controle de riscos nas atividades de trabalho biotecnológico das diversas áreas das ciências da saúde e biológicas.

3 NÍVEL DE BIOSSEGURANÇA DOS LABORATÓRIOS DE PARASITOLOGIA
Nível 2 de Biossegurança (NB-2)- agentes de risco moderado, podendo ser manipulados em bancadas abertas (potencial de produção de aerossóis e gotejamento das culturas baixo). Precauções primárias contra acidentes com objetos perfurocortantes, exposições cutâneas ou ingestão de material infeccioso. Uso de equipamentos de contenção primária: protetor facial, jaleco e luvas além de disponibilidade de uso de barreiras secundárias: lavar as mãos e descontaminação de resíduos.

4 CLASSE DE RISCO DOS LABORATÓRIOS DE PARASITOLOGIA
Classe de Risco II. Risco individual moderado e baixo risco coletivo ou comunitário. Microorganismos que têm a probabilidade de causar doença nos homens e em animais, mas com o risco de propagação limitado; atualmente existem medidas de prevenção e tratamento. Exemplos: parasita (protozoário) - Leishmania sp, Plasmodium sp, Trypanosoma sp. parasita (helminto) – Ancylostoma, Ascaris, Schistosoma, Trichuris, Wuchereria, Hymeolepis.

5 EQUIPAMENTOS DE PROTEÇÃO INDIVIDUAL (EPI)
PRODUTOS INDISPENSÁVEIS PARA LIMPEZA DE MATERIAL DE PARASITOLOGIA CLÍNICA: - Sabonete e detergente. - Desinfetante ou Solução de hipoclorito a 50%; Etanol 96% ou Fomaldeido a 1% - Frasco para descarte de material, contendo desinfetante ou solução de hipoclorito a 50%; EQUIPAMENTOS DE PROTEÇÃO INDIVIDUAL (EPI)

6 LUVAS As luvas são usadas como barreira de proteção prevenindo contra contaminação das mãos ao manipular material contaminado, reduzindo a probabilidade de que microrganismos presentes nas mãos sejam transmitidos durante procedimentos.  O uso de luvas não substitui a necessidade da LAVAGEM DAS MÃOS.  Usar luvas de látex SEMPRE que houver CHANCE DE CONTATO com sangue, fluídos do corpo, dejetos, trabalho com microrganismos e animais de laboratório.  Lavar instrumentos, roupas, superfícies de trabalho SEMPRE usando luvas.  NÃO usar luvas fora da área de trabalho, NÃO abrir portas, NÃO atender telefone.  NUNCA reutilizar as luvas, DESCARTÁ-LAS de forma segura.

7 JALECO Os jalecos são usados para fornecer uma barreira de proteção e reduzir a oportunidade de transmissão de microrganismos. Previnem a contaminação das roupas do pessoal, protegendo a pele da exposição a sangue e fluidos corpóreos, salpicos e derramamentos de material infectado.  São de uso constante nos laboratórios.  Devem sempre ser de mangas longas, confeccionados em algodão ou fibra sintética (não inflamável).  Uso de jaleco é PERMITIDO somente nas ÁREAS DE TRABALHO. NUNCA EM REFEITÓRIOS, ESCRITÓRIOS, BIBLIOTECAS, ÔNIBUS, ETC.  Jalecos NUNCA devem ser colocados no armário onde são guardados objetos pessoais. Devem ser descontaminados antes de serem lavados.

8 NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA
devem ser usadas luvas e uma cobertura protetora ou avental quando se manipulam fezes ou outras amostras;  as mão devem ser lavadas com sabão desinfetante ao entrar no laboratório e após a retirada das luvas;  as vestes de laboratório jamais devem ser usadas fora dele;  nada deve ser levado à boca quando se está no laboratório;

9 NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA
 evitar tocar o rosto com as mãos, e não colocar objetos de uso pessoal, como óculos ou livros, sobre a bancada de trabalho;  deve-se tomar cuidado para deixar toda a área de trabalho limpa e desimpedida. A bancada de trabalho deve ser limpa com desinfetante ou uma solução de hipoclorito a 50% antes e depois do trabalho;  todos os materiais contaminados devem ser imediatamente colocados em desinfetante ou recipiente adequado para descarte;

10 MANUSEIO DAS AMOSTRAS Amostras de Fezes  Evitar o contato com a pele;
 Após o exame do material colocar a amostra em solução desinfetante e posteriormente recipiente de descarte. Lâminas utilizadas em exames microscópicos  Descartar em recipiente com solução de hipoclorito ou em recipiente para descarte se não puder ser limpa para reutilização.

11 MANUSEIO DAS AMOSTRAS Amostras de Sangue
 Evitar derrubar sangue na pele ou nas mucosas;  Cubra qualquer machucado com curativo impenetrável;  Não pipetar com a boca;  Agulhas ou lancetas usadas devem ser descartadas em recipiente que possa ser incinerado;  Não deixar lancetas e agulhas jogadas sobre a superfície de trabalho

12 DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO DE FEZES

13 EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES - EPF
Objetivo Diagnosticar os parasitos intestinais do homem (e animais) através da pesquisa das diferentes formas parasitárias: Helmintos – ovos e/ou larvas Protozoários – trofozoitos, cistos ou oocistos.

14 IDENTIFICAÇÃO SEGURA E CORRETA DE UM PARASITA:
 Critérios morfológicos – Colheita bem-feita e Boa preservação das amostras fecais. Material fecal inadequadamente colhido, velho ou mal preservado - pequeno valor diagnóstico  Exame macroscópico das fezes deve sempre preceder ao exame microscópico.

15 COLHEITA DE MATERIAL: Qualquer evacuação do dia. Colher: diretamente no frasco ou urinol, jornal ou papel limpo e transferi-lo FEZES EMITIDAS ESPONTANEAMENTE: Tipo de recipiente: limpo e seco, boca larga, 100ml, vedação hermética (impede o derrame e preserva a umidade). Volume: exames macro e microscópico satisfatórios – enviar ao laboratório todo o bolo fecal – ou 20 a 30g – diferentes técnicas.

16 Cuidados Drogas e compostos químicos: Antibóticos Tetraciclinas- flora intestinal normal - diminuição ou ausência temporária de organismos nas fezes - parasitas alimentam-se de bactérias intestinais - intervalo de 2 a 3 semanas após a administração. Bário ou bismuto (contraste radiológico sulfato de bário) - ação abrasiva - destruição de trofozoítos. Somente após 7 a 10 dias

17 Informações necessárias:
- Nome do paciente. - Número de identificação. - Nome do médico. - Data e horário da coleta. - Requisição médica – sintomas clínicos e procedimento laboratorial. *OBS Amostras fecais de pacientes imunodeprimidos (AIDS) - protegidos por um invólucro de plástico e identificados com etiqueta vermelha ou HIV positivo.

18 FICHA DE IDENTIFICAÇAO
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES MODELO DE FICHA DE IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL FICHA NO______ NOME:_________________________________________________________________ DATA DE EMISSÃO DAS FEZES:_____/_____/_______ DATA DE RECEBIMENTO DAS FEZES:_____/_____/_______ CONSISTÊNCIA DAS FEZES: ___FORMADAS ___PASTOSAS ___DIARRÉICAS ACONDICIONAMENTO: ____GELADEIRA _____FORMOL ____MIF MÉTODOS DE EXAMES SOLICITADOS:___________________________________

19 . Números de amostras: *Qualidade de amostra. *Análise realizada. *Gravidade da parasitose. AMOSTRAS MÚLTIPLAS: Em amostras múltiplas a possibilidade de encontrar parasitas aumenta, em razão: A . da distribuição não uniforme dos ovos de helmintos. B . dos estágios dos protozoários. C . das limitações das técnicas de diagnósticos. D. da intermitência da passagem de certos parasitas. Ex: - A. lumbricoides, Ancilostomídeos e T. trichiura emitem ovos com certa continuidade – detectados diariamente nas fezes.

20 Protozoários: emissão dos estágios é irregular – cistos de G
Protozoários: emissão dos estágios é irregular – cistos de G. lamblia: intermitência de passagem com intervalos de 2 a 8 dias. Procedimento ideal: Coletar, em dias separados, uma série de 3 amostras em 10 dias ou uma série de 6 amostras, em dias alternados, dentro de 14 dias. * antes de iniciar o tratamento: coleta de 3 amostras – 2 evacuações normais e 3ª , depois da administração de um laxante. * após o tratamento: Para protozoários: coletar 3 amostras de 3 a 4 semanas após o tratamento. Para helmintos: controle 1 a 2 semanas após o tratamento. Para tênias: novo exame após 5 a 6 semanas.

21 FEZES EMITIDAS ATRAVÉS DE LAXANTES
Objetivo: Fezes liquefeitas (administração de laxantes) – estabelecer e confirmar diagnóstico de amebíase, giardíase e estrongiloidíase. Indicação: (solicitação médica) – série de exames negativos – pesquisa-se ovos, larvas, cistos e trofozoítas. Laxantes indicados: laxantes salinos: fosfato de sódio e sulfato de sódio – menos danos morfológicos aos parasitas. Procedimento: Fezes induzidas por laxantes – coletar todo o bolo fecal – envio imediato ao laboratório; caso contrário – uma fração da amostra em APV (álcool polivinílico). Prática do uso de laxantes: Indicada para clínicas e hospitais onde as amostras fecais são recebidas pelo laboratório imediatamente após a coleta.

22 ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS:
Amostras líquidas: 30 minutos após a evacuação. Amostras pastosas: examinar uma hora após a evacuação. Não sendo possível observar a orientação: o material deverá ser preservado. Amostras pastosas: 24 h após evacuação.

23 MÉTODOS DE PRESERVAÇÃO
Objetivo: Preservar a morfologia dos protozoários e prevenir um contínuo desenvolvimento de alguns ovos e larvas de helmintos. Tipos de Preservação: *Temporária: refrigeração (3–5°C) em recipientes hermeticamente fechados - evita o dessecamento - ovos , larvas e cistos viáveis vários dias. Exceção: larvas de S. stercoralis e dos ancilostomídeos poderão sofrer alterações morfológicas. * Permanentes: (trofozoitas , cistos, ovos e larvas). fixadores: solução de formaldeído 5 ou 10% (formalina), MIF (mertiolato-iodo-formaldeído), SAF (acetato de sódio-ácido acético-formaldeído), álcool polivinílico (APV).

24 Métodos de Preservação mais comuns :
1 – Frio: as fezes são mantidas em geladeira ou em caixas contendo gelo e serragem. Enquanto a temperatura permanecer baixa (5 a 10ºC) não haverá putrefação. As fezes podem vir a ser examinadas em até 2 ou 3 dias após a sua emissão. 2 – Formol a 10%, MIF, SAF Homogeneizar as fezes em solução de formol a 10%, MIF ou SAF (colocar as fezes num vidro de boca larga e adicionar o dobro do volume em formol, homogeneizando). Os cistos, ovos ou larvas permanecem conservados por mais de um mês. OBS: Qualquer conservador é usado na proporção de 2 a 3 partes para uma parte de fezes.

25 3 – MIF (Mertiolato ou Mercúrio-cromo + Iodo = Formol).
SOLUÇÃO água destilada ml sol. de mercúrio-cromo a ml formol 10% ml glicerina ml 4 – SAF (Sódio + Ácido Acético + Formol): acetato de sódio ,5 g ácido acétido ,9 g formol 40% ,0 ml água destilada ,5 ml

26 PREPARAÇÃO E EXAME DE AMOSTRAS FECAIS:
EXAME MACROSCÓPICO: Amostras não preservadas Determinar: consistência, odor, cor, presença ou ausência de sangue, muco, proglotes e vermes adultos. Material fecal varia quanto a sua consistência e é classificada em: Fezes formadas. Pastosas. Líquidas (diarréia). Estágios morfológicos x consistência das fezes: Trofozoítas de protozoários – fezes líquidas, pastosas ou nas mucossanguinoletas. Cistos de protozoários – fezes formadas. Ovos e larvas de helmintos – todos os tipos de amostras fecais.

27 Realização do exame macroscópico:
Simples observação: Examinar e revolver com bastão de vidro todo o material fecal evacuado – anotar as características, coletar vermes adultos ou proglotes de tênias desejadas . Tamisação: Emulsionar as fezes com água. Coar a emulsão através de peneira metálica - pia - com jato fraco de água corrente. vantagens: demonstração e coleta de vermes adultos (pequenos helmintos), proglotes e escólices.

28 EXAME MICROSCÓPICO: Método Direto: esfregaços a fresco – mais fácil e usado na rotina do laboratório- permite visualizar: protozoários (trofozoítas e cistos) e helmintos (ovos, larvas e pequenos adultos). Técnicas de Concentração: melhores resultados. Aumenta o número de cistos, oocistos , ovos e larvas; Elimina a maioria de detritos fecais; facilita a identificação (organismos inalterados) Tipos: Sedimentação Flutuação

29 TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO:
Princípio: Os organismos são sedimentados pela gravidade ou centrifugação. Os cistos, ovos e larvas são retidos no fundo do tubo, enquanto os detritos são suspensos para a superfície, não interferindo no diagnóstico. Objetivos: Aumento do número de ovos larvas ou cistos, e a separação das gorduras da maioria dos detritos. Desvantagens: Grande quantidade de detritos fecais no sedimento – identificação dos parasitas mais difícil. Técnicas de sedimentação mais usadas: - Lutz, Hoffman, Pons & Janer (HPJ); Ritchie (formalina – éter); - Blagg (MIF).

30 TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO:
Princípio: Baseado na diferença de densidade específica entre os ovos de helmintos, cistos de protozoários e o material fecal, organismos flutuam na superfície dos reagentes (reagentes de alta densidade) . Vantagens: formação na superfície do tubo de uma membrana clara com poucos detritos fecais e a remoção seletiva de ovos e cistos, mesmo quando em pequeno número no bolo fecal. - Desvantagens: Alta densidade dos reagentes – alteração na parede dos ovos e dos cistos – dificulta a identificação. - Técnicas de flutuação mais usadas: - solução saturada de NaCl (WILLIS); - sulfato de zinco (Faust)

31 MÉTODOS QUALITATIVOS X QUANTITATIVOS
Métodos qualitativos - demonstra a presença das formas parasitárias, sem, entretanto quantificá-las. Métodos quantitativos - contagem dos ovos nas fezes, avalia a intensidade do parasitismo. Ex: o Kato-katz - levantamentos epidemiológicos de Esquistossomose.

32 EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
Paciente _________________________________________ Data _______ Médico ___________________________________________N0 _________ RESULTADO “Positivo” Ovos de Ascaris lumbricoides Lavas de Strongyloides tercoralis Cistos de Giardia lamblia “Negativo” Não foram vistos ovos, larvas e cistos de parasitos Observação: a técnica usada não é indicada para a pesquisa de ovos de Enterobius vermicuralis

33 □NEGATIVO □POSITIVO EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
MODELO DE FICHA DE IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL FICHA NO______ NOME:_________________________________________________________________ DATA DE EMISSÃO DAS FEZES:_____/_____/_______ DATA DE RECEBIMENTO DAS FEZES:_____/_____/_______ CONSISTÊNCIA DAS FEZES: ___FORMADAS ___PASTOSAS ___DIARRÉICAS ACONDICIONAMENTO: ____GELADEIRA _____FORMOL ____MIF MÉTODOS DE EXAMES SOLICITADOS:___________________________________ RESULTADO DO EXAME □NEGATIVO □POSITIVO RESULTADO POSITIVO PARA: TROFOZOÍTAS DE PROTOZOÁRIOS CISTOS DE PROTOZOÁRIOS LARVAS DE NEMATELMINTOS □Giardia lamblia □Giardia lamblia □ Strongyloides stercoralis □Entamoeba histolytica □Entamoeba histolytica □ Ancylostomatidae □Entamoeba coli □Entamoeba coli □Endolimax nana □Endolimax nana □Iodamoeba bütschlii □Iodamoeba bütschlii OVOS DE PLATELMINTOS/NEMATELMINTOS □ Schistosoma mansoni □ Taenia sp. □ Hymenolepis nana □ Ascaris lumbricoides □ Trichuris trichiura □ Enterobius vermicularis. □ Strongyloides stercoralis □ Ancylostomatidae OUTROS:________________________________________________________________ FUNCIONÁRIO RESPONSÁVEL:____________________________________________ RESPONSÁVEL TÉCNICO:_________________________________________________