Exame parasitológico de fezes

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1 Exame parasitológico de fezes
Patologia Clínica I Depto. Propedêutica Complementar Faculdade de Medicina - UFMG

2 Parasitoses intestinais – Relevância
Giardíase Ascaridíase Amebíase 200 milhões pessoas Estrongiloidíase 1,2 bilhão pessoas 10% população mundial 3,5 milhões pessoas

3 Parasitoses intestinais
Importância do conhecimento dos ciclos dos parasitas Avaliação das manifestações clínicas Parasitas com ciclo pulmonar (Ascaris, Ancilostomideos, Strongyloides) Parasitas com penetração cutânea (Ancilostomideos, Strongyloides, Schistosoma) Solicitação adequada dos exames laboratoriais

4 Exame parasitológico de fezes
Detecção de trofozoítos e cistos de protozoários, ovos, larvas e vermes adultos de helmintos Helmintos intestinais (principais) Nematelmintos Ascaris lumbricoides Ancilóstomos Strongyloides stercoralis Tricocephalus trichiura Enterobius vermiculares Platelmintos cestoda Taenia Hymenolepis trematoda Schistosoma

5 Exame parasitológico de fezes
Detecção de trofozoítos e cistos de protozoários, ovos, larvas e vermes adultos de helmintos Protozoários intestinais (principais) Sarcomastigophora Giardia lamblia Amebas Apicomplexa Cryptosporidium parvum Cyclospora cayetanensis Isospora belli Ciliophora Balantidium coli Microscopora Microsporídeos

6 Exame parasitológico de fezes
Fase pré-analítica 1) Solicitação do exame Indicar método (s) a ser realizado Indicar parasita (s) a ser pesquisado 2) Coleta da amostra/orientações Procedimento para coleta Número de amostras Uso de conservantes, etc 3) Transporte da amostra para o laboratório Envio imediato x armazenamento geladeira Coleta no laboratório

7 Coleta da amostra Cuidados com a coleta da amostra
Antibióticos, antidiarréicos, antiácidos, derivados de bismuto e do bário, laxantes e óleos minerais podem interferir no exame, levando a resultados falso- negativos Uso de antibióticos ou contraste - diminuição do número de protozoários (por semanas)

8 Coleta da amostra Material contaminado com urina - destruição de trofozoítos Material contaminado com solo ou água - presença de organismos de vida livre O pote deve estar livre de anti-sépticos, agentes germicidas, gotas de óleo e de urina para evitar a destruição de formas vegetativas Calor - destruição dos parasitas

9 Coleta da amostra Frascos – boca larga, capacidade 50 mL, limpos e vedados; acondicionar em plástico transparente

10 Coleta da amostra Tipos de amostras Amostra recentemente colhida
Enviar rapidamente ao laboratório (2h) ou Manter amostra entre 2–8 °C (12h) Amostra de fezes diarréicas Não refrigerar Exame em 30 minutos (pesquisa de trofozoítos) Ovos e larvas - diluídos pelo volume maior de água Amostra em conservantes (MIF) Exame pode ser realizado até 30 dias após a coleta

11 Coleta da amostra Uso de solução conservante
Colher 3 amostras em dias alternados (ou de 2/2 dias ou 3 amostras em 10 dias) Solução mais comum: MIF (mercúrio, iodo, formol) Mistura vigorosa da amostra com a solução logo após a coleta ( uma colher de chá por coleta, em 30 mL de solução conservadora) Liberação intermitente de formas infectantes - E. histolytica - picos de liberação de cistos entre 7 e 10 dias - Giardia lamblia - picos de 2 a 8 dias

12 Coleta da amostra Fezes colhidas em conservantes não são adequadas para a realização do método Baermann-Moraes

13 Exame parasitológico de fezes
Fase analítica Exame macroscópico Exame microscópico

14 Exame parasitológico de fezes Aspectos macroscópicos
Cor Odor Consistência Presença de: Muco Sangue Pus Larvas, vermes adultos ou fragmentos de vermes

15 Exame parasitológico de fezes Aspectos macroscópicos
Consistência

16 Exame parasitológico de fezes Microscopia
Pesquisa de ovos e larvas de helmintos; trofozoítos e cistos de protozoários Uso de processos de enriquecimento e coloração Métodos gerais (sedimentação espontânea e centrifugação) “Nenhum dos métodos é capaz de diagnosticar todas as formas parasitárias simultaneamente”

17 Exame parasitológico de fezes Microscopia
Métodos Qualitativos Exame direto sem coloração Exame direto com coloração (lugol e colorações específicas) Concentração por sedimentação espontânea Concentração por centrifugação Concentração por centrífugo-flutuação Exames baseados em hidrotropismo das larvas Métodos Quantitativos Kato-Katz

18 Exame direto Amostra recentemente colhida, fezes líquidas, amostra de aspirado duodenal – exame até 30 min após coleta Pesquisa de trofozoítos, cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos Observação direta ao microscópio do material fecal: - diluído com solução NaCl 0,85% - motilidade de trofozoítos e refração citoplasma dos cistos - com lugol – melhor definição da estrutura nuclear dos cistos Presença de detritos fecais, revela poucos detalhes estruturais Cisto E. hystolitica/ E. dispar Trofozoíto E. hystolitica/E. dispar

19 Exame com colorações específicas
Hematoxilina férrica ou tricrômico - cistos e trofozoítos de amebas e Giardia lamblia (*exame direto com coloração ou coloração após método de concentração das fezes) Cisto e trofozoíto Entamoeba coli Cisto e trofozoíto Giardia lamblia Trofozoíto Entamoeba hystolitica

20 Exame com colorações específicas
Ziehl Neelsen - oocisto de Cyclospora cayetanensis, Cryptosporidium e Isospora belli (*Coloração após concentração das fezes por centrifugação - 10 min) Benavides et al. Rev Costarricencis Ciências Médicas 2007;28

21 Colorações específicas

22 Métodos com concentração por sedimentação
Método de Hoffman, Pons e Janer (HPJ) ou Lutz Pesquisa de cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos Amostra recentemente colhida ou em conservantes Concentração por sedimentação espontânea - a amostra de fezes é misturada com água, filtrada e colocada em repouso por 2 horas. O exame microscópico do sedimento obtido por ação da gravidade, corado com lugol, permite a observação de cistos, ovos e larvas Utilizado na rotina do EPF

23 Método de Hoffman, Pons e Janer

24 Métodos com concentração por centrifugação
Método de Blagg e cols. ou MIFc Pesquisa de cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos Amostra recentemente colhida (Blagg e cols.) ou com conservante (MIFc) Concentração por centrifugação - a mistura de fezes e solução conservante é filtrada, misturada com éter sulfúrico e submetida a centrifugação. O exame microscópico do sedimento obtido, corado com lugol, permite a observação de cistos, ovos e larvas Utilizado na rotina do EPF

25 Método de Blagg e cols. ou MIFc

26 Métodos com concentração por centrifugação
Método de Faust e cols. Pesquisa de cistos e oocistos de protozoários, ovos leves de helmintos Amostra recentemente colhida ou em conservante Concentração por centrífugo-flutuação no sulfato de zinco - a mistura de água e fezes é filtrada e lavada através de centrifugação e ressuspensão com água. O sedimento é ressuspendido em solução de sulfato de zinco (densidade 1.18) e centrifugado. Exame microscópico da película flutuante permite a observação dos cistos. Vantagens: maior sensibilidade para a detecção de cistos Desvantagens: procedimento mais complexo, requer reagentes específicos

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28 Método Kato-Katz Pesquisa quantitativa de ovos de helmintos (especialmente S. mansoni) Amostra de fezes de consistência normal, sem conservantes Quantidade determinada de fezes (40 – 60 mg), corada com verde malaquita, é observada ao microscópio, permitindo a determinação do número de ovos por grama de fezes Vantagens: método quantitativo; maior sensibilidade para a detecção de ovos de S. mansoni Desvantagens: tempo do procedimento (1 – 2 horas), requer materiais especiais

29 Método Kato-Katz

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31 Ovos de nematelmintos e cestodas em fezes humanas

32 Comparação entre o tamanho de ovos de helmintos

33 Método de Baermann e Moraes ou Rugai
Métodos baseados em hidrotropismo das larvas Método de Baermann e Moraes ou Rugai Fezes sem conservantes, de preferência não armazenadas em geladeira Amostra colocada em contato com água a 45 °C para onde as larvas migram. O exame microscópio do sedimento permite a observação de larvas S. stercoralis Ancilostomídeos Maior sensibilidade para a detecção de larvas, simplicidade de execução

34 Método de Baermann e Moraes e Método de Rugai

35 Método de Baermann e Moraes
Método de Rugai

36 Larvas de nematelmintos
Fezes recentemente colhidas - larvas Strongyloides stercoralis mais frequentes Larva rabditoide de S. stercoralis  µm x 14-20µm, vestíbulo bucal curto (2-3µm), primórdio genital ovóide, grande e nítido. Cauda afilada.

37 Strongyloides Ancilostomídeos
Rabditóide Vestíbulo bucal longo, genital pequeno Filarióide Vestíbulo bucal longo, cauda pontiaguda, bainha, esôfago 1/3 comprimento Filarióide Maior, cauda bifurcada, esôgado cilíndrico e reto Em fezes com mais tempo de coleta, ou de constipação intestinal, as larvas podem ser de Strongyloides stercoralis ou de Ancilostomídeos que eclodiram dos ovos eliminados nas fezes

38 Método da fita gomada (fita adesiva, Graham)
Pesquisa de ovos de Enterobius vermicularis e Taenia sp que, se presentes na região perianal, aderem à fita gomada e podem ser observados ao microscópio Realizado pela manhã, ao acordar, antes de higienização da região perianal Rápido e de fácil execução Enterobius vermiculares Taenia sp (positividade 85%)

39 Método da fita gomada

40 Outros métodos - tamização
Todo o conteúdo de uma evacuação é passado em uma tela de metal fina sob água corrente (peneirado). As proglotes de Taenia ficam retidas e são examinadas após clarificação com ácido acétido. T. solium – ramificações largas, irregulares e dendríticas T. saginata – ramificações estreitas

41 Outros métodos - detecção de antígeno nas fezes

42 Esquistossomose - diagnóstico
Exame parasitológico de fezes Positivo após 45º dia de infecção Sensibilidade depende da carga parasitária e do tempo de infecção Métodos: Kato-Katz (quantitativo) Métodos de concentração (identificação dos ovos e avaliação de viabilidade) Avaliar amostras múltiplas

43 Esquistossomose - diagnóstico
Biópsia retal – pesquisa de ovos Maior sensibilidade Controle de cura

44 Esquistossomose - diagnóstico
Pesquisa de anticorpos séricos (IgM, IgG, IgA) Positividade a partir do 25º dia de infecção Métodos: ELISA – antígenos de vermes adultos ou de ovos IFI (imunofluorescência indireta) – substrato de cercária ou vermes adultos Não diferenciam infecção ativa, prévia ou reinfecção Não são úteis para monitorização do tratamento Aplicabilidade: Estudos epidemiológios Diagnóstico em indivíduos com baixa carga parasitária

45 Esquistossomose - diagnóstico
Pesquisa de antígenos séricos Não disponíveis comercialmente Intradermo reação (Shistotest) Inoculação intradérmica de antígeno de vermes adultos e cercárias. O resultado é considerado positivo quando se observa pápula >10mm após 15’. Pode ser positivo após 48 h. Sensibilidade: 85% Indica contato prévio com S. mansoni, não negativa após tratamento (utilizada para inquéritos epidemiológicos). Não autoriza o tto (MS)

46 Ascaris lumbricoides Ovos fertilizados (exame direto) - Fêmea adulta

47 Ancilostomídeos Larvas filarióide e rabditóide (exame direto)

48 Strongyloides stercoralis
Fêmea adulta - Larva filarióide (exame direto)

49 Fêmea adulta (4 cm) micrografia
Tricocephalus trichiuris Ovo (exame direto sem lugol) Ovo (exame direto com lugol) Fêmea adulta (4 cm) micrografia

50 Enterobius vermiculares

51 Taenia sp Taenia solium Taenia saginata Credit: DPDx

52 Hymenolepis nana H. nana x H. diminuta
Ovo (exame direto) - Vermes adultos - escólex (exame direto, com aumento). H. nana x H. diminuta Esféricos, claro e transparente, dupla membrana, material granuloso entre membranas. Membrana interna com saliências de onde saem filamentos Esféricos, castanho amarelado, dupla membrana, ausência filamentos polares entre membranas. Parasita do rato, rara em humanos

53 Giardia lamblia Trofozoítos e cisto corados - cultura

54 Giardia lamblia Cistos 8-20 µm x 7-10 µm, ovais ou elipsóides. Dois ou quatro núcleos próximos aos pólos, axonemas, número variável de fibrilas. Nítida retração do citoplasma qdo corados. Coloração esverdeada ou castanho–amarelado (lugol) Trofozoítos 10-20µm x 5-15µm. Forma de pêra, dois núcleos redondos ou ovóides, cariossoma grande, redondo e central. Na superfície ventral encontra-se de cada lado o disco suctorial. Axonemas dividem o parasito ao meio; corpos parabasais cruzam axonema. Oito flagelos, não visíveis nas preparações coradas.

55 Amebas em fezes humanas
Henry's Clinical Diagnosis and Management by Laboratory Methods

56 Amebas em fezes humanas

57 Entamoeba histolytica/E. dispar x E. coli

58 Pesquisa de sangue oculto nas fezes

59 Pesquisa de sangue oculto nas fezes
Sangramento gastrointestinal crônico, não observado pelo paciente (não visível a olho nu) Neoplasias Pólipos Úlceras Hemorróidas Doença diverticular Doença inflamatória intestinal Esofagite, gastrite, sangramento gengival ...

60 Pesquisa de sangue oculto nas fezes
Indicações: Rastreamento do câncer colo-retal Em associação a exames endoscópicos – retossigmoidoscopia e/ou colonoscopia (1ª escolha) A partir de 50 anos de idade ou mais precocemente, se paciente com risco elevado (história familiar positiva, polipose adenomatosa familiar, doença inflamatória intestinal...) Avaliação etiológica da anemia ferropriva

61 Pesquisa de sangue oculto nas fezes
Vantagens: Fácil realização Não-invasivo Baixo custo Desvantagens: Possibilidade de resultados falso-positivos ou falso-negativos Não define a origem do sangramento Resultados positivos habitualmente demandam realização de colonoscopia

62 Pesquisa de sangue oculto nas fezes
Métodos Químicos (Reagentes: guaiaco, orthotoluidina) Baseiam-se na atividade de pseudoperoxidase do grupo heme da hemoglobina Resina de guaiaco + H2O2 (incolor) Guaiaco oxidado + H2O (azul) Atividade peroxidase da Hb

63 Pesquisa de sangue oculto nas fezes
Métodos químicos Interferentes Alimentos - carne, brócolis, nabo, banana, uva, ameixa Medicamentos (aspirina, AINES) Vitamina C em excesso Requer preparo com dieta específica (3 dias antes do coleta) * Indicado análise em 3 amostras de fezes

64 Pesquisa de sangue oculto nas fezes
Métodos Imunoquímicos Anticorpo reagente liga-se à hemoglobina humana (cadeias globina) Melhor performance (sensibilidade e especificidade) Menor probabilidade de detecção de sangramento alto (cadeias globina são destruídas no intestino delgado) Sem necessidade de restrição dietética como preparo para coleta * Indicado análise em 3 amostras de fezes