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1 escola secundária de henriques nogueira. 2 cobre cerca de 71% da superfície do globo. apenas 3% é água doce; só 1% da água doce se encontra acessível.

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1 1 escola secundária de henriques nogueira

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3 cobre cerca de 71% da superfície do globo. apenas 3% é água doce; só 1% da água doce se encontra acessível para a utilização humana. 3

4 É um recurso natural essencial a todas as formas de vida. 4 (in fernandoamarante.blogspot.com/2009/03/como-um...)

5 Este recurso tem sido mal gerido pelo Homem: desperdiça-o, contamina- -o, provocando uma profunda alteração nos ecossistemas aquáticos. 5 ( in muraldosescritores.ning.com)

6 Eutrofização - resposta biológica ao aumento da quantidade de nutrientes (fósforo e azoto) e/ou matéria orgânica num ecossistema aquático (Wetzel, 1993). Caracteriza-se: pelo aumento da produtividade fitoplanctónica; pela diminuição da profundidade (num lago por exemplo); pela diminuição do oxigénio dissolvido na água; provocando a redução da biodiversidade aquática. 6

7 7 Oligotrófico Mesotrófico Eutrófico / Hipertófico Efluentes agrícolas + Efluentes industriais + Efluentes urbanos Milhares de anos Dezenas de anos Adaptado de

8 Reino Monera Divisão Eubacteria Classe Cyanobacteria Microcystis aeruginosa (in nies-0102.jpg) 8

9 Caracterização: Ser procarionte; Apresenta parede celular, pigmentos celulares e capacidades fotossintéticas; Ocorrem em ambientes marinhos, dulciaquícolas e gélidos; Têm aptidão acrescida de afixar o azoto atmosférico. Microcystis aeruginosa ( in PG) 9 produtoras de toxinas – as cianotoxinas (Hitzfeld et al., 2000; Jayatissa et al., 2006 citados por Andrade, 2007).

10 (In Reino Plantae Divisão Chlorophyta Classe Trebouxiophyceae Chlorella vulgaris 10

11 Caracterização: Alga verde; Unicelular; Esférica com cerca de 2 a 10 μm de diâmetro; Contém pigmentos fotossinteticos (clorofila a e b); Ambiente aquático. (in LLA.JPG) 11 Através da fotossíntese multiplica-se rapidamente requerendo apenas de dióxido de carbono, água, luz solar e pequenas quantidades de minerais. Pode ocorrer um elevado crescimento de Chlorella em meios com elevadas concentrações de nitratos e fosfatos.

12 Reino Animalia Filo Arthropoda Classe Branchiopoda Artemia salina 12 Artemia salina ( in

13 Caracterização Animais filtradores; Possui 11 pares de pernas torácicas, com finíssimos cílios que actuam na filtragem e colecta de alimentos; Tamanho e coloração variadas dependendo do tipo de alimento que elas consumirem; São ricas em proteínas, vitaminas e sais minerais; Estão em constante locomoção: dependem disso para alimentar-se e respirar; Vivem em águas salinas. Artemia salina (in NA.JPG) 13

14 (Consumidor 1º) (produtores) 14

15 A ocorrência de bloom (florescências) de cianobactérias (desenvolvimento rápido e descontrolado) é influenciada pelo aumento da concentração de azoto e fósforo na água. Vários factores ambientais também contribuem: a temperatura; luminosidade; pH; estabilidade física das massas de água (Duy et al., 2000; Hitzfeld et al.,2000; Chorus, 2001, citados por Andrade, 2007). 15 Bloom de Microcystis aeruginosa and Anabaena circinalis no rio St. Johns, FL( in www- cyanosite.bio.purdue.edu/images/images.html)

16 ( in 16

17 O desenvolvimento de florescências de cianobactérias traz inúmeras consequências indesejáveis, tais como: diminuição da transparência da massa hídrica; alteração das características organolépticas da água; produção de espumas; depleção da concentração de oxigénio dissolvido; mortandades de animais aquáticos e ocorrência de toxinas (Vasconcelos et al., 1995; Carmichael, 1996; Codd, 2000, citados por Andrade, 2007 ). 17 Microcystis bloom in Matilda Bay,Western Australia (in

18 É devido há produção de toxinas que a ocorrência de bloom de cianobactérias adquire contornos mais graves, pois destrói os ecossistemas aquáticos. A permanência das toxinas vai contaminar a água doce essencial para o abastecimento público. 18 Figura 3. Distribuição geográfica de M. aeruginosa em águas doces portuguesas. Adaptado de Vasconcelos (1995). Distribuição geográfica de M. aeruginosa em águas doces portuguesas (in Andrade, 2007). Figura 3. Distribuição geográfica de M. aeruginosa em águas doces portuguesas. Adaptado de Vasconcelos (1995).

19 Determinação da curva de crescimento de Microcystis aeruginosa. Avaliação da toxicidade de Microcystis aeruginosa num ensaio com Chlorella vulgaris. Avaliação da toxicidade de Microcystis aeruginosa em naúplios de Artemia salina. 19

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21 Inóculo de células Microcystis aeruginosa Soluções do Meio Z8 Lugol Microscópio óptico Bomba aquário Câmara Neubauer Tubo plástico para arejamento (Tubo PVC) Pipetas plástico Garrafa/frasco 5L (garrafão água) 21

22 Limpar a bancada com álcool a 70% e acender as lamparinas. Adicionar a 4l de água destilada, no garrafão de 5L, o conteúdo dos 4 tubos com as soluções para meio Z8. Agite bem. Retirar 1 L para uma garrafa ou frasco esterilizado e reservar. Juntar o inóculo células Microcystis aos 3 L de meio Z8 que ficaram no garrafão. Agitar bem para que as células fiquem uniformemente distribuídas no meio. 22 Início da cultura de Microcystis aeruginosa

23 Retirar 1 ou 2 ml da cultura, fixar as células com 1 ou 2 gotas de lugol e calcular a concentração inicial em câmara de Neubauer. Colocar a rolha de gaze e algodão com o tubo de arejamento no garrafão. Ligar a bomba de arejamento. Identificar a cultura com a cianobactéria usada, o meio de cultura e o seu volume, a data de inicio da cultura, fotoperíodo e temperatura ambiente. Colocar num local bem iluminado ou junto de um candeeiro e temperatura de 20-25º. 23 Início da cultura de Microcystis aeruginosa

24 De 48 em 48horas, retirar 1 ou 2 ml da cultura (agitar bem antes de retirar a amostra) e fixar com 1 ou 2 gotas de lugol. Quantificar na câmara de Neubauer. Registar os valores da densidade celular. Construir um gráfico com a densidade celular (células/ml) em função do tempo (dias). O valor obtido corresponde a densidade celular inicial. Expressar os valores em células/ ml. Determinação da curva de crescimento de Microcystis aeruginosa 24

25 Avaliação da toxicidade de Microcystis aeruginosa num ensaio com Chlorella vulgaris. 25

26 Inóculo de células Chlorella vulgaris Extracto congelado Microcystis aeruginosa Soluções do Meio Z8 Microscópio óptico Câmara Neubauer Placa poços 3ml Pipetas plástico Lugol 26

27 No tubo com o extracto congelado de Microcystis aeruginosa adicionar meio Z8 até 40mL. Agitar bem. A esta suspensão corresponde uma concentração celular de 1,45 x10 7 cél/mL. Congelar e descongelar duas ou três vezes de forma a rebentar as células. Verificar ao microscópio se as células rebentaram. Com papel de filtro filtre a solução obtida. Recolher o filtrado. Preparar as soluções de tóxico: (1:1)- filtrado sem ser diluído; filtrado diluído (1:2) e (1:4). Na placa de 24 poços adicione o filtrado sem ser diluído (1:1) e diluído 1:2 e 1:4 de acordo com a tabela. Em cada poço adicione 2 mL da solução a testar. As diluições são feitas com meio Z8. O controlo é constituído por meio Z8. 27 Solução tóxicoFiltrado (mL)Meio Z8 (mL) 1:12- 1:211 1:40,51,5 Controlo-2 Preparar o extracto de Microcystis aeruginosa a testar:

28 Retirar 2 ml do inoculo de Chlorella vulgaris fornecido, fixar com 1 gota de lugol e quantificar a densidade de células na câmara de Neubauer. Adicionar a cada poço com o extracto de cianobactéria, 0,5 ml do inóculo de Chlorella vulgaris preparado Tapar a placa com a tampa e vedar com película aderente transparente para evitar evaporação. Colocar em local iluminado durante 48 horas. Agitar manualmente a placa três vezes por dia. Ao fim das 48 horas de exposição terminar o teste fixando as algas com 1 gota de lugol. 28 Ensaio toxicidade com Chlorella

29 Determinar a concentração de algas em cada poço, por contagem do número de células na câmara de Neubauer Após contagem do número de células calcule a percentagem de inibição (% I) para cada uma das concentrações da seguinte forma: % I = 100 – ((valor médio cél/ml das réplicas de cada diluição / valor médio cél/ml das réplicas do controlo)) x 100. Construir um gráfico onde se representa a percentagem de inibição em função da concentração celular. 29

30 Avaliação da toxicidade de Microcystis aeruginosa em naúplios de Artemia salina. 30

31 Quistos Artémia; Extracto evaporado Microcystis; Soluções do Meio Z8; Sal cozinha; Lugol. Lupa Bomba aquário Tubo plástico para arejamento (Tubo PVC); Placa poços 3ml; Pipetas plástico; Garrafa/frasco 1L. 31

32 Num frasco de vidro de boca larga colocar 1L de água mineral. Adicionar a cada 1 Litro de água g de sal de cozinha. Dissolver bem. Retirar para um frasco bem lavado 100 mL desta solução e reservar. Colocar nos 900 mL de água salgada preparada os quistos de artémia fornecidos. Manter a cerca de 25 ºC com iluminação contínua e arejamento forte e contínuo. Após 24 horas, desligar o arejamento, e retirar os naúplios, para não ficarem privados de oxigénio, com uma pipeta para um pequeno volume de água salgada (10-15 mL). 32 Obtenção dos naúplios de Artemia salina

33 Ressuspender o extracto evaporado de Microcystis fornecido no kit em 12 ml de água salgada. Agitar vigorosamente até misturar homogeneamente. Prepare as soluções de tóxico: (1:1)- sem ser diluído; diluído (1:2) e (1:4) usar a água salgada para diluir. O controlo é constituído por água salgada. 33 Solução tóxicoFiltrado (mL)Meio Z8 (mL) 1:12- 1:211 1:40,51,5 Controlo-2 Preparar o extracto de Microcystis

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35 35 Data de início15 de Janeiro Data da conclusão 12 de Fevereiro Condições ambientais: Temperatura+/- 16ºC Fotoperíodo24 horas Periocidade da recolha de amostras 48 h Data1º quadr.2º quadr.Média 15-Jan ,5 18-Jan Jan Jan ,5 25-Jan Jan ,5 29-Jan Fev ,5 03-Fev ,5 05-Fev Fev ,5 10-Fev Fev Registo dos resultados

36 36 Data Concentração (cél. /ml) 15-Jan Jan Jan Jan Jan Jan Jan Fev Fev Fev Fev Fev Fev4240 Cálculo das concentrações Microcystis aeruginosa

37 37 Poçosnº de cél. Média (cél./0,5 ml) A A A A ,5 B B ,5 B ,5 B ,5 C ,5 C ,5 C ,5 C ,5 Concentração de tóxico 1*11*21*4Controlo Poços 1234 A ,5 B 59175,5306,5628,5 C 151,5260,5295,5454,5 Média (cél./ 0,5 ml 193,83231, ,83 Concentração (cél/ml) 387,67462,00484,001193,67 Registo dos Resultados Cálculo da concentração de células de Chlorella em função da concentração de tóxico

38 38 Concentração de tóxico 1*11*21*4 Controlo Percentagem de Inibição (%) 67,5261,3059,450 Cálculo da percentagem da inibição em função da concentração de tóxico

39 39 * Valores recolhidos após 48 horas por amostragem em 0,5 ml PoçosMortosVivosTotal % Mortos A ,02 B ,73 C ,66 A ,82 B ,74 C ,67 A ,97 B ,11 C ,64 A ,69 B ,14 C ,27 Registo dos resultados*

40 40 Cálculo da percentagem de indivíduos mortos em função da concentração de tóxico

41 41

42 Registaram-se picos de crescimento e desaceleração do mesmo ao longo do período em que decorreu a experiência. Os dados por nós obtidos até 5 de Fevereiro podem enquadrar-se na fase exponencial, embora os valores apresentem oscilações acentuadas. Uma possível explicação destas oscilações é a variação da temperatura do laboratório que terá influenciado a taxa metabólica das cianobactérias. 42

43 A partir do dia 5 de Fevereiro a cultura entrou em declínio o que se poderá explicar pela falta de disponibilidade de nutrientes no meio necessários para toda a população, tendo alguns indivíduos sucumbido, conduzindo a um equilíbrio. A curva de crescimento por nós obtida difere das curvas teóricas; os valores por nós obtidos enquadram-se na fase de latência e na fase exponencial. 43

44 Os resultados obtidos não divergem muito dos resultados esperados. As concentrações de tóxico influenciam as percentagens de inibição, sendo assim os ensaios com maior concentração de tóxico apresentam uma maior taxa de mortalidade. 44

45 Os resultados obtidos são concordantes com os resultados teóricos. Verifica-se uma maior taxa de mortalidade no ensaio com uma concentração maior de tóxico. 45

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47 As cianobactérias proliferam a uma taxa bastante elevada mesmo em condições ambientais adversas. Quando aparecem num curso de água inibem o desenvolvimento dos seres vivos fotossintéticos (Chlorella - produtor) e também os heterotróficos (Artemia – consumidor 1º) afectando toda uma rede trófica. 47

48 Torres Vedras é um concelho agrícola onde se pratica uma cultura intensiva de hortícolas; as técnicas agrícolas de fertilização dos solos e a lixíviação dos mesmos provocada pela chuva, contribuem para um aumento dos macro e micronutrientes nas linhas de água. Este excesso de nutrientes nas linhas de água associados a factores climáticos ideais pode conduzir à eutrofização do rio Sizandro, em especial em épocas de fraco caudal, provocando a redução significativa da sua fauna e flora. 48

49 Se tal ocorrer, põe em risco não só os ecossistemas aquáticos, mas também os terrestres, uma vez que muitos animais selvagens bebem água do rio. O Homem, principal agente de contaminação das linhas de água, também poderá ser afectado pelos blooms de cianobactérias uma vez que as cianotoxinas, por elas produzidas, permanecem nas águas mesmo após a sua morte. As cianotoxinas, em especial a microcistina, afecta o sistema nervoso e órgãos como o fígado e o intestino. 49

50 Se um bloom de cianobactérias nos batesse à porta? Não sabemos a resposta, mas sabemos que uma das consequências seria a diminuição da BIODIVERSIDADE, e tudo o que tal facto acarretaria a curto, médio e longo prazo. Decerto um empobrecimento da comunidade de Torres Vedras… 50

51 Protocolos experimentais fornecidos pelo Ciência Viva no site Andrade, Mariana (2007). Avaliação de efeitos citotóxicos, morfológicos e ultrastruturais de microcistinas em células Vero, Tese de Mestrado em Hidrobiologia, Faculdade de Ciências da Universidade do Porto, Porto (consultada em 17/02/2007 em fernandoamarante.blogspot.com/2009/03/como-um... muraldosescritores.ning.com in www-cyanosite.bio.purdue.edu/images/images.html 51

52 Trabalho realizado por: Equipa Wazah Catarina Pereira Daniel Santos Joana Roque Sara Gomes, do 11ºAno, turma B, da Escola Secundária de Henriques Nogueira, Torres Vedras 52 Professora responsável: Isabel Matos 3 de Março de 2010 Música:Spring, Vivaldi


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