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FIGURA 8.1Mapa genético parcial de E. coli. Localizações de alguns poucos dos 4.300 genes do genoma circular de E. coli são mostradas. Três operons discutidos.

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1 FIGURA 8.1Mapa genético parcial de E. coli. Localizações de alguns poucos dos genes do genoma circular de E. coli são mostradas. Três operons discutidos neste capítulo são indicados.Reproduzido com permissão de Stent, G. S. e Calendar, R. Molecular Genetics, An Introductory Narrative. San Francisco: Freeman, 1978, p Modicado de Bachmann, B. J., Low, K. B. e Taylor, A. L. Bacteriol. Rev. 40:116, 1976.

2 FIGURA 8.2Operon lactose de E. coli. Operon lactose é composto pelo gene lacI, que codica um repressor, elementos de controle CAP, lacP e laço, e três genes estruturais, lacZ, lacY e lacA, que codicam β-galactosidase, uma permease e uma transacetilase, respectivamente. O gene lacI é transcrito a partir de seu próprio promotor. Os três genes estruturais são transcritos a partir do promotor lacP, formando um mRNA policistrônico, a partir do qual as três proteínas são traduzidas.

3 FIGURA 8.3Controle do operon lac. (a) Repressor tetramérico liga-se ao operador e impede transcrição de genes estruturais. (b) Indutor liga-se ao repressor tetramérico, o que impede que o repressor se ligue ao operador. Transcrição dos três genes estruturais pode ocorrer a partir do promotor.

4 FIGURA 8.6Controle de lacP por cAMP. Um complexo CAP-cAMP liga-se ao sítio CAP e aumenta transcrição em lacP. Repressão por catabólito ocorre quando glicose baixa concentração intracelular de cAMP. Isso reduz a quantidade de complexo CAP-cAMP e diminui transcrição a partir de lacP e de promotores de vários outros operons

5 FIGURA 8.7Genes do operon triptofano de E. coli. Elementos regulatórios são o promotor primário (trpP), operador (trpO), atenuador (trp a), promotor secundário interno (trpP2) e terminador (trpt). Direção da síntese de mRNA é indicada por setas onduladas representando mRNAs. Col2 e CoII2 signicam componentes I e II, respectivamente, do complexo antranilato sintetase (ASase); PR-antranilato é N-5- fosforribosil-antranilato; CdRP é 1-(o- carboxifenilamino)-1-desoxirribulose-5-fosfato; InGP é indol-3-glicerol fosfato; PRPP é 5- fosforribosil-1-pirofosfato; e TSase é triptofano sintetase.Redesenhado de Platt, T. The tryptophan operon. Em: J. H. Miller e W. Resnikoff (Eds.), The Operon. Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1978, p. 263.

6 FIGURA 8.10Modelo esquemático de atenuação no operon triptofano de E. coli. (a) Em condições de excesso de triptofano, o ribossomo (esfera cinza) que traduz o RNA líder recém-transcrito sintetiza o peptídeo líder completo. Durante essa síntese, o ribossomo liga-se às regiões 1 e 2 do RNA e impede formação da haste-e-alça 1-2 ou 2-3. Haste-e- alça 3-4 poderá se formar e sinalizar para a molécula de RNA polimerase (não mostrada) terminar a transcrição. (b) Em condições de carência de triptofano, triptofanil-tRNAtrp será limitante, e o ribossomo fará uma pausa nos códons adjacentes de triptofano, no início da região 1, na região que codica o peptídeo líder. Como a região 1 está ligada ao ribossomo, haste-e-alça 2-3 formar-se-á, excluindo formação de haste-e-alça 3-4, que é necessária como sinal para terminar a transcrição. Portanto, RNA polimerase continuará transcrição dos genes estruturais. (c) Em condições nas quais o peptídeo líder não é traduzido, forma-se haste-e-alça 1-2, impedindo formação de haste-e-alça 2-3 e permitindo formação de haste-e-alça 3-4. Isso sinaliza término da transcrição.Reproduzido com permissão de Oxender, D. L., Zurawski, G. e Yanofsky, C. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 76:5524, 1979

7 FIGURA 8.13Auto-regulação da síntese de proteínas ribossômicas. Se rRNA livre não estiver disponível para montagem de novas subunidades ribossômicas, proteínas ribossômicas individuais ligam-se ao mRNA policistrônico de seu próprio operon, bloqueando tradução.

8 FIGURA 8.14Controle estringente de síntese protéica em E. coli. Durante carência extrema de aminoácidos, um tRNA não carregado no sítio A do ribossomo ativa a proteína relA a sintetizar ppGpp e pppGpp, que estão envolvidos na redução da transcrição dos genes que codicam rRNAs e tRNAs. FIGURA 8.15Estrutura geral de transposons. Transposons são segmentos móveis de DNA relativamente raros, que contêm genes que codicam seu próprio rearranjo e (freqüentemente) genes que especicam resistência a vários antibióticos.

9 FIGURA 8.16Componentes funcionais do transposon Tn3. Análises genética e de seqüência de DNA demonstram que existem quatro tipos distintos de regiões: as extremidades com repetições invertidas; um gene da enzima β-lactamase, que confere resistência a ampicilina e antibióticos relacionados; um gene que codica uma enzima necessária à transposição (trans-posase); e um gene de uma proteína repressora que controla transcrição dos genes da transposase e do próprio repressor. Setas horizontais indicam direções de transcrição.Redesenhado a partir de Cohen, S. N. e Shapiro, J. A. Sci. Am. 242:40, W. H. Freeman and Company, Direitos autorais FIGURA 8.17Acesso a seqüências especícas nas fendas maior e menor do DNA depende de posicionamento do nucleossomo. (a) DNA enrolado em torno do núcleo octâmero de histonas (duas moléculas de cada histona H2A, H2B, H3 e H4) é chama-do partícula do núcleo (core) do nucleossomo. Na maioria das condições, histona H1 ou H5 (não mostrada) associa-se com DNA, onde o enrolamento em torno do octâmero de histonas começa. DNA entre partículas core de nucleossomos é chama-do DNA de ligação ou linker. Quando expostas a agentes como nuclease de micrococcus, regiões de ligação são mais acessíveis do que DNA enrolado em torno de partículas core de histo-nas. (b) No nucleossomo, o lado da hélice voltado para fora do núcleo de histonas está acessível, mas o lado voltado para dentro, não. Se girarmos a hélice com relação ao núcleo de his-tonas de um nucleossomo e seguirmos a posição dos mesmos cinco pares de bases, o acesso às fendas maior e menor para outras interações muda dependendo se o par de bases está no lado de dentro ou de fora da partícula core do nucleossomo enrolado.Redesenhado de Wolffe, A. P. Chromatin: Structure and Func-tion, 3rd ed. New York: Academic Press, 1998.

10 FIGURA 8.18Força de associação histona-DNA é modicada por acetilação de resíduos de lisina na extremidade N-terminal de histonas. Histonas que compõem o núcleo octâmero contêm resíduos de lisina que, em virtude de seu grupo lateral carregado positivamente, podem promover interação com as ligações fosfodiéster carregadas negativamente do DNA. Modicação das lisinas por acetilação substitui as cargas positivas por grupos acetil neutros, e enfraquece a interação eletrostática entre o núcleo octâmero e o DNA. Esse processo é reversível, e a acetilação e desacetilação de histonas é um modo de afrouxar ou apertar a estrutura da cromatina.Redesenhado de Wolffe, A. P. The cancer-chromatin connection. Sci. Med. 6:28, 1999.

11 FIGURA 8.20Metilação do DNA leva à atividade gênica alterada. Para que a maioria dos genes sejam maximamente transcritos, fatores de transcrição reconhecem e se ligam a seqüências especícas do DNA, na região do promotor. Sua interação com o DNA e com os fatores de transcrição gerais no complexo de iniciação da RNA polimerase II leva à expressão de um gene. Metilação do DNA, especicamente à formação de 5- metilcitosina, oferece um novo alvo para interação proteína-DNA. A associação de proteínas que se ligam a 5-metil citosina DNA com DNA metilado pode bloquear a capacidade de outros fatores se ligarem ao DNA. Essa inibição geralmente não é por competição seqüência-especíca pela ligação ao DNA, mas por impedimento estérico.Redesenhado de Alberts, B., Bray, D., Lewis, J., Raff, M., Roberts, K. e Watson, J. Molecular Biology of the Cell. New York: Garland Publishing, 1994.

12 FIGURA 8.21A proteína de ligação a TATA (TBP) foi co-cristalizada com DNA. A primeira etapa na formação do complexo de transcrição que permite transcrição de genes mediada por RNA polimerase II é a associação do fator geral de transcrição TFIID com DNA. Na maioria dos casos, isso é mediado por uma das proteínas do complexo protéico TFIID, TBP, que se liga a DNA por contatos com a seqüência TATAA. A co-cristalização de TBP com DNA permitiu uma visão mais próxima da interação e indicou que ligação de TBP introduziu uma dobra signicativa no DNA. Estão incluídos na gura dois outros fatores gerais de transcrição, TFIIA e TFIIB, nenhum deles envolvido no contato inicial com DNA. TFIIA liga- se a TBP e estabiliza a interação TBP-DNA. TFIIB liga-se a TBP, leva ao recrutamento de RNA polimerase II para o complexo de iniciação, e está envolvido na identicação do sítio de início de transcrição.Figura reproduzida com permissão de Voet, D., Voet, J. e Pratt, C. W. Fundamentals of Biochemistry. New York: Wiley, © (1999) John Wiley and Sons Inc.

13 FIGURA 8.22Formação do complexo de iniciação para genes transcritos por RNA polimerase II é ordenada. Os modelos atuais de montagem do complexo de iniciação incluem as seguintes etapas: (a) A região do promotor de um gene com um TATA box antes da ligação de TFIID. (b) TFIID, que inclui TBP, liga-se ao TATA box e dobra o DNA. (c) O complexo DNA:TFIID serve como sítio de coordenação para ligação de outros fatores gerais de transcrição. O complexo TFIID associa-se com TFIIA e TFIIB. TFIIA serve para estabilizar a interação TFIID:DNA, e TFIIB fornece um sítio de interação adequado para a ligação da RNA polimerase II. (d) TFIIF e RNA polimerase II unem- se ao complexo. Nesse estágio, o domínio carboxi- terminal (CTD) da RNA polimerase II está defosforilado. Acredita-se que TFIIF desestabilize interações inespecícas RNA polimerase II:DNA, dirigindo assim a RNA polimerase II para o complexo de iniciação em formação. (e) Dois fatores gerais de transcrição adicionais juntam-se ao complexo. TFIIE recruta TFIIH para o complexo. TFIIH tem atividades de helicase, ATPase e quinase. Acredita-se que TFIIH seja mediador da abertura transitória do DNA duplex e também da fosforilação do CTD da RNA polimerase II, permitindo que a polimerase deixe o complexo de iniciação e inicie transcrição.Redesenhado de Voet, D., Voet, J. e Pratt, C. W. Fundamentals of Biochemistry. New York: Wiley, FIGURA 8.23Seqüências de DNA em genes transcritos em eucariotos contêm tipicamente um TATA box, e podem conter um CAAT box, GC boxes e múltiplos sítios de ligação para fatores de transcrição.

14 FIGURA 8.24Proteínas hélice- volta-hélice usam uma hélice para ligar na fenda maior, enquanto a outra suporta a ligação por interação hidrofóbica. (a) O domínio HTH de uma proteína contém tipicamente cerca de 20 aminoácidos que formam duas α-hélices, unidas por uma volta não-helicoidal. (b) As dimensões da α-hélice da proteína permitem a ela se encaixar na fenda maior da hélice do DNA. A hélice que interage diretamente com o DNA (a hélice de reconhecimento) inclui aminoácidos com cadeias laterais capazes de estabelecerem pontes de hidrogênio com bases especícas que cam expostas na fenda maior. A segunda hélice não interage diretamente com DNA, mas estabiliza a ligação da hélice de reconhecimento por interações hidrofóbicas. Portanto, ambas as hélices incluem aminoácidos (como valina ou leucina) que permitem que essas interações hidrofóbicas ocorram.Redesenhado de Alberts, B., Bray, D., Lewis, J., Raff, M., Roberts, K. e Watson, J. Molecular Biology of the Cell. New York: Garland, 1994

15 FIGURA 8.25Dois motivos dedos de Zn diferentes são encontrados em fatores de transcrição. Embora ambas as proteínas dedos de Zn usem a ligação coordenada de uma molécula de Zn para assumir sua estrutura nal, há diferenças notáveis entre os dois motivos principais que foram identicadas. Ambas as classes tiram vantagem da formação de estrutura em α- hélice para for-mar domínios que se ligam na fenda maior do DNA. (a) A classe C2H2 inclui proteínas que podem ter muitos domínios dedos de Zn. Cada α-hélice de um dedo de Zn tem o potencial de se ligar de modo seqüência-especíco a sítios ao longo da fenda maior. O resultado pode ser uma procis-são de interações proteína-DNA, cada uma dependente da seqüência em particular de cadeias laterais de aminoácidos encontrados em cada domínio em α-hélice da proteína dedos de Zn. (b) A classe Cx de proteínas dedos de Zn comumente tem dois domínios dedos de Zn. A α-hélice de um dedo de Zn liga-se ao DNA na fenda maior, enquanto a α-hélice do outro dedo de Zn suporta essa interação por interações hidrofóbicas com o domínio de ligação ao DNA. As proteínas dedos de Zn da classe Cx normalmente se ligam ao DNA pela formação de dímeros. É mostrada a interação do dímero receptor de estrógeno, com cada monômero fazendo contato com o DNA. Moléculas de Zn são indicadas por esferas.Reproduzido de Voet, D. e Voet, J. G., Biochemistry, 2nd ed., New York: Wiley, Reimpresso com permissão de John Wiley and Sons Inc. Parte (c) cortesia de C. Pabo, MIT.

16 FIGURA 8.26Proteínas zíper de leucina ligam-se ao DNA como dímeros. Proteínas zíper de leucina formam dímeros em virtude da colocação periódica de uma leucina a cada sete resíduos ao longo de uma α-hélice. Essas leucinas formam uma face hidrofóbica que interage com a face hidrofóbica de uma α-hélice semelhante. Os domínios de interação proteína-proteína estão em cinza escuro. As regiões de α-hélice podem continuar além do domínio de interação proteína-proteína, permitindo que cada monômero se ligue à fenda maior do DNA (cinza claro). Para homodímeros, o sítio de ligação no DNA caracteriza-se por duas metades reconhecidas e metades simétricas.Modicado de Alberts, B., Bray, D., Lewis, J., Raff, M., Roberts, K. e Watson, J. Molecular Biology of the Cell. New York: Garland, 1994.

17 FIGURA 8.27Formação do fator de transcrição dimérico é mediada por interações hélice-alça-hélice. O motivo hélice-alça-hélice aproxima dois monômeros para formar um dímero que se liga ao DNA. (a) Cada monômero tem duas hélices unidas por uma alça. Uma hélice é usada para interação proteína- proteína, enquanto a outra é usada para ligar a fenda maior do DNA. Assim, o dímero consiste de um feixe de quatro hélices Se o dímero for formado por dois monômeros idênticos, então se espera que os sítios de ligação no DNA sejam muito semelhantes ou idênticos; entretanto, se os monômeros forem proteínas diferentes (formando heterodímeros), então os sítios de ligação no DNA podem ser não- relacionados. (b) Quando fatores de transcrição ligam-se como dímeros, a presença de um monômero truncado pode impedir ligação ao DNA, mesmo em presença de monômeros completos. Por exemplo, se a hélice de dimerização da proteína for feita sem o domínio de ligação ao DNA, a dimerização com um monômero completo produz um produto incapaz de se ligar ecientemente ao DNA.Modicado de Alberts, B., Bray, D., Lewis, J., Raff, M., Roberts, K. e Watson, J. Molecular Biology of the Cell. New York: Garland, 1994.

18 FIGURA 8.29SREBP é liberado de um precursor ligado a membrana por ação de protease. (a) A proteína de ligação ao elemento de resposta a esterol (SREBP) é sintetizada como uma proteína precursora que deve ser processada proteoliticamente antes de atuar como fator de transcrição. O precursor ca ligado à membrana do ER por duas regiões que atravessam a membrana. Fica rmemente associado com proteína ativadora de clivagem de SREBP (SCAP), mas permanece não- processada quando os níveis de colesterol na membrana do ER são normais. (b) SCAP sente níveis baixos de colesterol e move-se, com SREBP, para o cis- Golgi, onde duas proteases diferentes clivam SREBP, permitindo que o domínio citoplasmático se dirija ao núcleo. Dessa forma, SREBP não ativa o gene do receptor de LDL, a menos que os níveis de colesterol estejam baixos.Adaptado de Brown, M. S., Ye, J., Rawson, R. B. e Goldstein, J. L. Regulated intermembrane proteolysis: A control mechanism conserved from bacteria to humans. Cell 100:391, 2000

19 FIGURA 8.30Gene do receptor de LDL é ativado por efeito coordenado de vários fatores de transcrição. Ativação do gene do receptor de LDL requer vários fatores. Uma vez que SREBP, Sp1 e o cofator necessário à ativação de Sp1 (CRSP) liguem, a histona acetiltransferase CBP é recrutada para a região do promotor. Essa combinação de fatores fornece o sinal positivo necessário para aumentar a ligação do complexo de iniciação ao TATA box e, por recrutamento de CBP e sua atividade de histona acetiltransferase, também afeta a estrutura da cromatina vizinha. Modicado a partir de Naar, A. M., Ryu, S. e Tijian, R. Cofactor requirements for transcriptional activation by Sp1. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. LXIII:189, 1998.


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